Ключові слова
гіпотермічне зберігання
кріоконсервування
трансфузія
запалення
гліцерин
Як цитувати
Анотація
Проведено огляд літератури з метою визначення можливих методичних процедур, необхідних для підвищення стійкості еритроцитів до пошкоджень факторами гіпотермічного зберігання і кріоконсер- вування, з метою зменшення руйнування клітин в організмі після трансфузії та запобігання розвитку запального процесу. Трансфузія еритроцитів при геморагічному шоці у пацієнтів з травмою або при операціях призводить до розвитку посттрансфузійного запалення. При трансфузії кріоконсервова- них еритроцитів показана більш низька запальна відповідь у порівнянні з застосуванням еритроцитів, що зберігалися у гіпотермічних умовах. Кріоконсервування еритроцитів дозволяє зберегти деякі структурні та біохімічні характеристики клітин й уникнути накопичення метаболічних продуктів розпаду. Разом з тим, при заморожуванні еритроцитів в середовищах з гліцерином відзначаються пошкодження мембран, які посилюються при дегліцеролізаціі клітин. Крім того, дані пошкодження зазнають подальший розвиток при трансфузії, що призводить до внутрішньосудинного гемолізу, а також до позасудинного руйнування еритроцитів у печінці та селезінці. Це викликає підвищення рівня незв'язаного заліза в системі циркуляції крові, стимуляцію окисного стресу і запалення, пошкодження клітин і порушення функцій внутрішніх органів. Представлені дані літератури вказують на необхідність стимуляції антиоксидантного потенціалу еритроцитів при гіпотермічному зберіганні або заморожуванні. Дана стимуляція, можливо, призведе до підвищення стійкості еритроцитів до пошкоджень факторами заморожування-відтавання і обмеження пошкоджень клітинних мембран. Це забезпечить зменшення ступеня руйнування еритроцитів в організмі після трансфузії та сповільнить розвиток окисного стресу і запалення.
Ключові слова: еритроцити, гіпотермічне зберігання, кріоконсервування, трансфузія, запалення, гліцерин.
Посилання
Garcia-Roa M., Del Carmen Vicente-Ayuso M., Bobes A.M. et al. (2017). Red blood cell storage time and transfusion: current practice, concerns and future perspectives. Blood Transfus, 15 (3), pp. 222-231. DOI: 10.2450/2017.0345-16.
Liu C., Grossman B.J. (2015). Red blood cell transfusion for hematologic disorders. Hematology Am SocHematolEducProgram, vol. 2015, issue l, pp. 454-461. DOI: 10.1182/asheducation-2015.1.454.
Sharma S., Sharma P, Tyler L.N. (2011). Transfusion of blood and blood products: indications and complications. Am Earn Physician, 83 (6), pp. 719-724.
Chang A., Kim Y., Hoehn R., Jemigan P, Pritts T. (2017). Cryopreserved packed red blood cells in surgical patients: past, present, and future. Blood Transfus, 15(4), pp. 341-347. DOI: 10.2450/ 2016.0083-16.
Hampton D.A., Wiles C., Fabricant L. J. et al. (2014). Cryopreserved red blood cells are superior to standard liquid red blood cells. J Trauma Acute Care Surg, 77 (1), pp. 20-27. DOI: 10.1097/TA.0000000000000268.
Yoshida T., Prudent M., D'alessandro A. (2019). Red blood cell storage lesion: causes and potential clinical consequences. Blood Transfus, 17 (1), pp. 27-52. DOI: 10.2450/2019.0217-18.
Bogner V, Keil L., Kanz K.G. et al. (2009). Very early posttraumatic serum alterations are significantly associated to initial massive RBC substitution, injury severity, multiple organ failure and adverse clinical outcome in multiple injured patients. Eur J Med Res, 14 (7), pp. 284-291.
Valeri C.R., Ragno G. (2010). An approach to prevent the severe adverse events associated with transfusion of FDA-approved blood products. Transfus Apher Sci, 42(3), pp. 223-233. DOI: 10.1016/j.transci.2009.08.001.
Spitalnik S.L. (2014). Stored red blood cell transfusions: iron, inflammation, immunity, and infection. Transfusion, 54 (10), pp. 2365-2371. DOI: 10.1111/trf.12848.
Dreyfus F. (2008). The deleterious effects of iron overload in patients with myelodysplastic syndromes. Blood Rev, vol. 22, suppl. 2, pp. S29-S34. DOI: 10.1016/S0268-960X(08)70006-7.
Hod Е.А. Zhang N., Sokol S.A. et al. (2010). Transfusion of red blood cells after prolonged storage produces harmful effects that are mediated by iron and inflammation. Blood, 115(21), pp. 4284-4292. DOI: 10.1182/blood-2009-10-245001.
Thuret I. (2013). Post-transfusional iron overload in the haemoglobinopathies. Comptes Rendus Biologies, vol. 336, issue 3, pp. 164-172. DOI: 10.1016/j.crvi.2012.09.010. PMID: 23643400.
Grimshaw K., Sahler J., Spinelli S.L. (2011). New frontiers in transfusion biology: identification and significance of mediators of morbidity and mortality in stored red blood cells. Transfusion, 51(4), pp. 874-880. DOI: 10.1111/j.1537-2995.2011.03095.x.
Remy K.E., Hall M.W., Cholette J. et al. (2018). Pediatric Critical Care Blood Research Network (Blood Net). Mechanisms of red blood cell transfusion-related immunomodulation. Transfusion, 58(3), pp. 804-815. DOI: 10.1111/trf.14488.
Balaji S.N., Trivedi V. (2012). Extracellular Methemoglobin Mediated Early ROS Spike Triggers Osmotic Fragility and RBC Destruction: An Insight into the Enhanced Hemolysis During Malaria. Indian JClin Biochem, vol. 27 (2), pp. 178-185. DOI: 10.1007/s12291-011-0176-5.
Lei C., Xiong L.Z. (2015). Perioperative Red Blood Cell Transfusion: What We Do Not Know. Chin Med J (Engl), 128(17), pp. 2383-2386. DOI: 10.4103/0366-6999.163384. PMID: 26315088.
Schreiber M.A., McCully B.H., Holcomb J.B. et al. (2015). Transfusion of cryopreserved packed red blood cells is safe and effective after trauma: a prospective randomized trial. Ann Surg, vol. 262 (3), pp. 426-433.
Valeri C.R., Ragno G., Pivacek L., O'Neill E.M. (2001). In vivo survival of apheresis RBCs, frozen with 40-percent (wt/vol) glycerol, deglycerolized in the ACP 215, and stored at 4 degrees C in AS-3 for up to 21 days. Transfusion, 41 (7), pp. 928-932.
Hult A., Malm C., Oldenborg P. (2012). Transfusion of cryopreserved human red blood cells into healthy humans is associated with rapid extravascular hemolysis without a proinflammatory cytokine response. Transfusion, vol. 53, pp. 28-33.
McCully B.H., Underwood S.J., Kiraly L. et al. (2018). The effects of cryopreserved red blood cell transfusion on tissue oxygenation in obese trauma patients. J Trauma Acute Care Surg, 84 (1), pp. 104-111. DOI: 10.1097/TA.0000000000001717.
D'Alessandro A., Kriebardis A.G., Rinalducci S. et al. (2015). An update on red blood cell storage lesions, as gleaned through biochemistry and omics technologies. Transfusion, 55(1), pp. 205-219. DOI: 10.1111/trf.12804.
Hess J.R. (2014). Measures of stored red blood cell quality. Vox Sang, vol. 107, pp. 1-9.
Holovati J.L., Wong K.A., Webster J.M., Acker J.P (2008). The effects of cryopreservation on red blood cell microvesiculation, phosphatidylserine extemalization, and CD47 expression. Transfusion, vol. 48. pp. 1658-1668.
Zemlyanskych N.G. (2020). Regulatcya asimmetrichnogo raspredylenia lipidov v membrane eritrocytov cheloveka v prisutstvii glitcerina і polietilenglikola [Regulation of asymmetric distribution of lipids in the human erythrocyte membrane in the presence of glycerol and polyethylene glycol]. Cytologya - Cytology, 62 (2), pp. 1-9 [in russian].
Whillier S., Raftos J.E., Sparrow R.L., Kuchel P.W. (2011). The effects of long-term storage of human red blood cells on the glutathione synthesis rate and steady-state concentration. Transfusion (Paris), 51(7), pp. 1450-1459.
Wendelbo O., Hervig T., Haugen O. et al. (2017). Microcirculation and red cell transfusion in patients with sepsis. Transfus Apher Sci, 56(6), pp. 900-905. DOI: 10.1016/j.transci.2017.11.020.
Dumaswala U.J., Zhuo L., Mahajan S. et al. (2001). Glutathione protects chemokine-scavenging and antioxidative defense functions in human RBCs. Am J Physiol Cell Physiol, 280(4), pp. C867-C873. DOI: 10.1152/ajpcell.2001.280.4.C867. PMID: 11245604.
Greenwalt T.J. (1997). Recent developments in the long-term preservation of red blood cells. Curr Opin Hematol, 4(6), pp. 431-435. DOI: 10.1097/00062752-199704060-00013.
Lelkens C.C., Lagerberg J.W.M., de Korte D. (2017). The effect of prefreeze rejuvenation on postthaw storage of red blood cells in AS-3 and SAGM. Transfusion, 57(6), pp. 1448-1458. DOI: 10.1111/trf.14093.
Makashova O.E., Babiychuk L.O., Zubova O.L., Zubov P.M. (2016). Optimizatcya metodu kriokonservuvannya yadrosoderzachich kletok kordovoy krovi ludyny z vykorystannyam kombinatcii krioprotektora DMSO ta antyoksydantu N-acetil-L-systeinu [Optimization of the method of cryopreservation of nuclear-containing cells of human cord blood using a combination of cryoprotectant DMSO and antioxidant N-acetyl-L-cysteine]. Problemy kriobiologiy і kriomeditcyny - Problems of cryobiology and cryomedicine, 26(4), pp. 295-307 [in Ukrainian].
Fry L.J, Querol S., Gomez S.G. et al. (2015). Assessing the toxic effects of DMSO on cord blood to determine exposure time limits and the optimum concentration for cryopreservation. Vox Sang, 109(2), pp. 181-190. DOI: 10.1111/vox.12267.
ZemlyanskychN.G., BabiychukL.A. (2019). Obrazovaniye aktivnykhformkislorodav eritrotsitakh cheloveka pri kriokonservirovanii s glitserolom і polietilenglikolem [Formation of reactive oxygen species in human erythrocytes during cryopreservation with glycerol and polyethylene glycol]. Biofizika - Biophysics, 64(4), pp. 706-715 [in russian].
Zhu Z., Fan X., Lv Y. et al. (2017). Glutamine protects rabbit spermatozoa against oxidative stress via glutathione synthesis during cryopreservation. Reprod Fertil Dev, 29(11), pp. 2183-2194. DOI: 10.1071/RD17020.
Henkelman S., Noorman F., Badloe J.F., Lagerberg J.W. (2015). Utilization and quality of cryopreserved red blood cells in transfusion medicine. Vox Sang, 108(2), pp. 103-112. DOI: 10.1111/vox.12218.
Lelkens C.C., Noorman F., Koning J.G. et al. (2003). Stability after thawing of RBCs frozen with the high- and low-glycerol method. Transfusion, 43(2), pp. 157-164.
De Loecker R., Goossens W., Van Duppen V. (1993). Osmotic effects of dilution on erythrocytes after freezing and thawing in glycerol-containing buffer. Cryobiology, 30 (3), pp. 279-285.
Hanna K., Chehab M., Bible L. et al. (2020). Nationwide analysis of cryopreserved packed red blood cell transfusion in civilian trauma. J Trauma Acute Care Surg, vol. 89, issue 5, pp. 861-866. DOI: 10.1097/TA.0000000000002711. PMID: 3236676238.
Mittag D., Sran A., Chan K.S. et al. (2015). Stored red blood cell susceptibility to in vitro transfusion-associated stress conditions is higher after longer storage and increased by storage in saline- adenine-glucose-mannitol compared to AS-1. Transfusion, 55 (9), pp. 2197-2206. DOI: 10.1111/trf.13138.
Guchok V.M., Vorotilin A.M., Lugovoy V.I., Shrago M.I. (1994). Lechebnaya effektivnost eritrocytov, kriokonservirovannych pod zashitoy preparata «Propandiosacharol» [Therapeutic effectiveness of erythrocytes cryopreserved under the protection of the drug «Propandiosacharol»]. Problemy kriobiologiy - Cryobiology problems, 4, pp. 44-47 [in russian].
Gordienko Ye. A., Panina Yu. Ye, Kovalenko I.F. (1998). Opredelenie koefficyentov pronitsaemosty membran eritrotcytov dlya krioprotektorov [Determination of permeability coefficients of erythrocyte membranes for cryoprotectants]. Biofizychnyi visnuk - Biophysical Bulletin, vol. 422, pp. 59-64 [in russian].
RamazanovV.V., VolovelskayaE.L.,KoptelovV.A., Bondarenko V.A. (2014). Svoystvo eritrotcytov, zamorozennych v srede s polietilenglikolem і 1,2-propandiolom [Property of erythrocytes frozen in a medium with polyethylene glycol and 1,2-propanediol]. Visnykproblem biologiy і meditcyny - Bulletin ofproblems of biology and medicine, 2 (3), pp. 230-236 [in russian].
Ramazanov V.V. (2013). Kriozashitnaya effektivnost kombinirovannoy sredy s nepronikayushim і pronikayushim krioprotektorami pri zamorazivanii eritrocytamych suspenziy razlichnogo obyoma [Cryoprotective efficacy of a combined medium with non-penetrating and penetrating cryoprotectants for freezing erythrocyte suspensions of various volumes]. Problemy kriobiologiy - Cryobiology problems, 23(2), pp. 124-134 [in russian].
Ramazanov V.V., Deyneko T.I., Volovelskaya E.L., Koptelov V.A., Bondorenko V.A. (2012). Svoystva eritrotsitov, zamorozhennykh v kombinirovannoy srede s polietilenglikolem і dimetilsulfoksidom [Properties of erythrocytes frozen in a combined medium with polyethylene glycol and dimethyl sulfoxide]. Biotechnologiya - Biotechnology, 5(2), pp. 106-114 [in russian].
Bizjak D.A., Jungen P, Bloch W., Grau M. (2018). Cryopreservation of red blood cells: Effect on rheologic properties and associated metabolic and nitric oxide related parameters. Cryobiology, vol. 84, pp. 59-68. DOI: 10.1016/j.cryobiol.2018.08.001.
Rogers S.C., Dosier L.B., McMahon T.J. et al. (2018). Red blood cell phenotype fidelity following glycerol cryopreservation optimized for research purposes. PLoS One, 13(12), e0209201. DOI: 10.1371/joumal.pone.0209201.